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Analyse GC-MS des phtalates : comparaison de 7 phases stationnaires

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Abstract

Les phtalates sont omniprésents dans notre environnement et doivent être contrôlés en raison de leur impact négatif potentiel sur la santé humaine. Il est donc indispensable de pouvoir les séparer et les détecter. La chromatographie en phase gazeuse est la technique de choix pour séparer ces composés. Elle peut être associée à différents modes de détection, notamment la capture d’ électrons (ECD), l’ionisation de flamme (FID) et la spectrométrie de masse (SM). Dans cette étude, le logiciel de modélisation chromatographique Pro EZGC a été utilisé pour identifier la meilleure phase stationnaire et déterminer les conditions optimales pour l’analyse GC-MS des phtalates. Sept phases stationnaires ont été étudiées : Rtx-440, Rxi-XLB, Rxi-5ms, Rtx-50, Rxi-35Sil MS, Rtx-CLPesticides et Rtx-CLPesticides2. Les résultats obtenus ont été comparés. Dans tous les cas les 18 phtalates répertoriés dans les méthodes EPA (Environmental Protection Agency) et/ou européennes ont été analysés en moins de 6 minutes. Par ailleurs, 37 phtalates ont également été analysés en moins de 40 minutes grâce à une méthode optimisée. La meilleure résolution de ce mélange complexe de phtalates a été obtenue avec les colonnes Rtx-440, phase exclusive Restek et Rxi-XLB.

Introduction

Les phtalates sont couramment utilisés comme plastifiants dans divers produits industriels. Certains d’entre eux sont cependant considérés comme des perturbateurs endocriniens [1] et sont liés à de nombreuses pathologies comme les malformations congénitales [2] ; l’hypertension artérielle chez les enfants [3] ; les cardiopathies hypertensives induites par la grossesse [4] ; les troubles respiratoires [5] et l'obésité [6]. L’Union Européenne (UE) et l’EPA ont restreint l’utilisation des phtalates les plus nocifs (Tableau I).

La GC-MS est couramment utilisée pour l'analyse des phtalates car elle est simple, rapide et économique. La détection par spectrométrie de masse permet de déterminer la nature des phtalates. Il est essentiel de choisir une colonne chromatographique garantissant de bonnes séparations car les similitudes structurelles entre les phtalates peuvent rendre difficiles l’identification et la quantification MS. Par exemple, de nombreux phtalates partagent un même ion de base (m/z 149), ce qui complique l’identification et la quantification des phtalates coélués. La présence dans les mélanges de phtalates de grade technique et d’isomères constituent une difficulté supplémentaire.

Un article publié récemment passait en revue les colonnes GC et LC les plus fréquemment utilisées pour l’analyse des phtalates [7]. Selon ce document, la GC-MS produit une meilleure résolution de ces composés par rapport à la LC-MS. Les colonnes GC les plus couramment utilisées sont dans l’ordre : de type 5% phényle siloxane, XLB, 35% phényle siloxane, 17, 50% phényle siloxane et 1 (100% méthyle siloxane). Les séparations obtenues avec chaque phase stationnaire peuvent être optimisées en ajustant les conditions analytiques. Dans la pratique, ces ajustements constituent un travail long et fastidieux. Le logiciel de modélisation Pro EZGC permet d’ optimiser rapidement les conditions analytiques (par exemple, le choix du gaz vecteur, son débit, le programme de température, les dimensions de la colonne et de la précolonne) pour obtenir les meilleurs résultats dans le temps le plus court possible, avec chacune des phases stationnaires. Pour cette étude, une bibliothèque de 37 phtalates (Tableau II) a été créée dans le programme Pro EZGC pour être ensuite utilisée avec les sept phases stationnaires : Rtx-440, Rxi-XLB, Rxi-5ms, Rtx-50, Rxi-35Sil MS, Rtx-CLPesticides et Rtx-CLPesticides2.

Étalons analytiques

La solution-étalon d’esters de phtalate EPA 8061A (réf. 33227) contenant 15 des analytes-cibles, chacun à une concentration de 1 000 μg/ml, a été utilisée comme étalon principal. Le benzoate de benzyle (réf. 31847) était l’étalon interne. Tous les autres étalons proviennent de la société Chem Service.

Appareillage

L’analyse GC-MS a été réalisée avec un Shimadzu QP2010 Plus. Chacune des sept colonnes Restek (dans leur configuration de 30 m × 0,25 mm × 0,25 μm - 0,20 μm pour la colonne Rtx-CLPesticides2) est tour à tour installée dans l’appareil. Le logiciel Pro ZGC (sous Windows) a permis de déterminer les conditions optimales pour chaque colonne. Les performances des colonnes ont ensuite été comparées en procédant à l’analyse réelle des solutions préparées, en appliquant pour chaque colonne les mêmes conditions analytiques qui avaient produit les meilleures séparations. Cette comparaison permet de mieux comprendre les différences de sélectivité entre les colonnes. Les descriptions détaillées des colonnes et les conditions analytiques sont présentées respectivement dans le Tableau I et le Tableau III.

Préparation des échantillons

Les étalons ont été dissous et dilués dans du chlorure de méthylène pour préparer des solutions à 50 μg/ml (80 μg/ml pour l'étalon interne de benzoate de benzyle). Pour ces préparations, toute vaisselle ou accessoires en plastique ont été proscrits au profit de matériel en verre (flacons jaugés, seringues, fioles, etc.).

Résultats et discussion

Nous avons comparé la performance de sept colonnes pour la séparation de 37 phtalates. Le logiciel Pro EZGC a permis de prévoir les temps de rétention pour chaque phase stationnaire en utilisant les mêmes conditions analytiques. Ces conditions, décrites dans le Tableau I, sont celles qui ont permis d’obtenir les meilleurs résultats parmi l’ensemble de conditions spécifiques optimisées pour chaque colonne. Nous avons considéré qu’il y avait "coélution" lorsque la résolution entre deux composés était inférieure à 1,5. Le temps d’analyse total était inférieur à 6 minutes. Pour confirmer les temps de rétention prévus par le logiciel Pro EZGC, des analyses ont été faites avec chaque phase stationnaire dans les mêmes conditions que celles "conseillées" par le logiciel (Figure 1). Étant donné que la longueur réelle des colonnes n’était pas exactement de 30 mètres, comme dans la simulation, les temps de rétention absolus étaient légèrement différents par rapport aux valeurs prévues. L'ordre d’élution et les coélutions étaient conformes à ce qu’avait prévu le logiciel. Les colonnes Rtx-440, Rxi-XLB, Rtx-CLPesticides et Rxi-35Sil MS ont séparé à la ligne de base les 37 phtalates répertoriés. Les deux isomères de phtalate de bis[4-methyle-2-pentyle] n’ont été résolus sur aucune des sept phases. L'ordre d’élution était comparable sur les colonnes Rtx-440, Rxi-XLB, Rtx-CLPesticides et Rxi-5ms.

Nous avons observé des différences dans l’ordre d’élution avec les phases Rxi-35Sil MS et Rtx-50. L’ordre d’élution a notamment changé avec la colonne Rxi-35Sil MS pour ces quatre paires de composés : les isomères de phtalate de bis(2-methoxyéthyle) et bis(4-méthyle-2-pentyle) (pics 6 et 7/8), de bis(2-éthoxyéthyle) et di-n-pentyle (pics 9 et 10), de benzyle butyle et d’hexyle-2-éthylhexyle (pics 12 et 13) et de bis(2-butoxyéthyle) et bis(2-éthylhexyle) (pics 14 et 15).

Les colonnes Rtx-440 et Rxi-XLB présentaient globalement les meilleures séparations dans ces conditions. Les pics qui ont coélué avec les autres colonnes étaient bien résolus avec les colonnes Rtx-440 et Rxi-XLB. Les paires non résolues avec les autres phases sont les phtalates de bis(2-éthylhexyle) et de dicyclohexyle (pics 15 et 16) avec la colonne Rxi-5ms ; les phtalates de bis(2-éthylhexyle) et de benzyle butyle (pics 15 et 12) avec la colonne Rtx-50 ; et les phtalates de bis(2-méthoxyéthyle) et de bis[4-méthyle-2-pentyle] (pics 6 et 7,8) ainsi que le phtalate de bis(2-ethoxyéthyle) et de di-n-pentyle (pics 9 et 10) sur la colonne Rtx-CLPesticides2. Dans les mélanges d’isomères de grade technique, il est possible d’identifier des groupes d’isomères, tels que le phtalate de diisononyle et le phtalate de diisodécyle (pics 18 et 19). Il est cependant impossible de résoudre complètement chaque isomère au sein de ces groupes. Heureusement, leurs ions spécifiques permettent leur identification et quantification, comme le m/z 293 pour le phtalate de diisononyle et le m/z 307 pour le phtalate de diisodecyle (Figure 1).

Tableau I : Temps de rétention prévus par le logiciel Pro EZGC avec 7 colonnes Restek

Colonne : 30 m x 0,25 mm x 0,25 μm (0,20 μm pour la colonne Rtx-CLPesticides2)
Vitesse linéaire constante : 66,7 cm/sec
Four : 200 °C (isotherme de 0,5 min) à 330 °C (320 °C pour la colonne Rtx-50) à 30 °C/min (isotherme de 1 min)

Peak # Name Listed Retention Time (min) CAS # Purity
Rtx-440
(cat. 12923)
Rxi-XLB
(cat. 13723)
Rtx-
CLPesticides
(cat. 11123)
Rxi-35Sil MS (cat. 13823) Rtx-50
(cat. 10523)
Rxi-5ms
(cat. 13423)
Rtx-
CLPesticides2
(cat. 11323)
1 Dimethyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority 1.28 1.16 1.14 1.29 1.46 1.10 1.23 131-11-3 Neat
2 Diethyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority, EU 1.54 1.39 1.33 1.55 1.73 1.30 1.47 84-66-2 Neat
3 Benzyl benzoate Internal Standard 2.11 1.87 1.56 2.17 2.31 1.70 1.88 120-51-4 Neat
4 Diisobutyl phthalate* EPA 8061A 2.25 2.04 1.88 2.21 2.34 1.91 2.10 84-69-5 Neat
5 Di-n-butyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority 2.58 2.33 2.10 2.53 2.69 2.17 2.38 84-74-2 Neat
6 Bis(2-methoxyethyl) phthalate* EPA 8061A 2.74 2.48 2.26 2.86 3.10 2.27 2.63 117-82-8 Neat
7 Bis(4-methyl-2-pentyl) phthalate isomer 1* EPA 8061A 2.85 2.62 2.37 2.71 2.83 2.50 2.64 84-63-9 Neat
8 Bis(4-methyl-2-pentyl) phthalate isomer 2* EPA 8061A 2.86 2.63 2.37 2.72 2.84 2.51 2.65 84-63-9 Neat
9 Bis(2-ethoxyethyl) phthalate* EPA 8061A 3.08 2.80 2.51 3.13 3.33 2.59 2.90 605-54-9 Neat
10 Di-n-pentyl phthalate* EPA 8061A 3.16 2.91 2.58 3.08 3.21 2.71 2.89 131-18-0 Neat
11 Di-n-hexyl phthalate* EPA 8061A 3.73 3.46 3.07 3.61 3.69 3.25 3.42 84-75-3 Neat
12 Butyl benzyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority, EU 3.85 3.56 3.12 3.93 4.13 3.30 3.63 85-68-7 Neat
13 Hexyl 2-ethylhexyl phthalate EPA 8061A 3.98 3.72 3.29 3.83 3.92 3.52 3.66 75673-16-4 Technical
14 Bis(2-butoxyethyl) phthalate* EPA 8061A 4.12 3.82 3.39 4.08 4.21 3.60 3.85 117-83-9 Neat
15 Bis(2-ethylhexyl) phthalate* EPA 8061A 4.21 3.95 3.52 4.05 4.12 3.82 3.91 117-81-7 Neat
16 Dicyclohexyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority, EU 4.33 4.04 3.55 4.42 4.58 3.78 4.08 84-61-7 Neat
17 Di-n-octyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority, EU 4.76 4.50 3.97 4.59 4.62 4.24 4.39 117-84-0 Neat
18 Diisononyl phthalate EU 5.10 4.84 4.23 4.84 4.84 4.50 4.64 68515-48-0 Isomer mix
19 Diisodecyl phthalate EU 5.20 4.95** 4.42 5.01 5.18 4.71 4.90 26761-40-0 Isomer mix
20 Dinonyl phthalate* EPA 8061A 5.24 4.95** 4.39 5.04 5.10 4.72 4.83 84-76-4 Neat
 

Remarque : les zones grisées indiquent les coélutions (Rs<1,5).
*Ces composés figurent dans le mélange d’esters de phtalate de la Méthode 8061A EPA Restek (réf. 33227).
**Les pics 19 et 20 sont non-isobariques et peuvent être séparés en mode SIM.


Nous avons observé des différences dans l’ordre d’élution avec les phases Rxi-35Sil MS et Rtx-50. L’ordre d’élution a notamment changé avec la colonne Rxi-35Sil MS pour ces quatre paires de composés : les isomères de phtalate de bis(2-methoxyéthyle) et bis(4-méthyle-2-pentyle) (pics 6 et 7/8), de bis(2-éthoxyéthyle) et di-n-pentyle (pics 9 et 10), de benzyle butyle et d’hexyle-2-éthylhexyle (pics 12 et 13) et de bis(2-butoxyéthyle) et bis(2-éthylhexyle) (pics 14 et 15).

Les colonnes Rtx-440 et Rxi-XLB présentaient globalement les meilleures séparations dans ces conditions. Les pics qui ont coélué avec les autres colonnes étaient bien résolus avec les colonnes Rtx-440 et Rxi-XLB. Les paires non résolues avec les autres phases sont les phtalates de bis(2-éthylhexyle) et de dicyclohexyle (pics 15 et 16) avec la colonne Rxi-5ms ; les phtalates de bis(2-éthylhexyle) et de benzyle butyle (pics 15 et 12) avec la colonne Rtx-50 ; et les phtalates de bis(2-méthoxyéthyle) et de bis[4-méthyle-2-pentyle] (pics 6 et 7,8) ainsi que le phtalate de bis(2-ethoxyéthyle) et de di-n-pentyle (pics 9 et 10) sur la colonne Rtx-CLPesticides2. Dans les mélanges d’isomères de grade technique, il est possible d’identifier des groupes d’isomères, tels que le phtalate de diisononyle et le phtalate de diisodécyle (pics 18 et 19). Il est cependant impossible de résoudre complètement chaque isomère au sein de ces groupes. Heureusement, leurs ions spécifiques permettent leur identification et quantification, comme le m/z 293 pour le phtalate de diisononyle et le m/z 307 pour le phtalate de diisodecyle (Figure 1).

Une comparaison plus complète des sept phases stationnaires a également été réalisée pour la séparation de 37 phtalates (40 pics en tout, dont trois isomères) en utilisant les temps de rétention prévus par le programme Pro EZGC (Tableau II). Les conditions analytiques reprises dans le Tableau III ont permis la séparation de 34 des 40 pics avec les colonnes Rtx-440 et Rxi-XLB en moins de 40 minutes, les deux phases présentant des différences d’ordre d’élution. Le chromatogramme obtenu avec la colonne Rtx-440 est présenté en Figure 2. Pour certaines paires qui n’étaient pas résolues à la ligne de base, la résolution reste suffisante pour une analyse qualitative. Il n’a pas été possible d’établir des conditions analytiques qui soient optimales pour toutes les phases. Le programme qui produit les meilleurs résultats en termes de durée de l’analyse et de nombre de pics résolus a été retenu pour réaliser cette comparaison. Ces conditions peuvent être optimisées avec le logiciel Pro EZGC si d’autres composés doivent être séparés. Considérant les durées d’analyse et les séparations obtenues, les colonnes Rtx-440 et Rxi-XLB apparaissent comme les meilleurs choix pour l’analyse des phtalates.

Tableau II : Temps de rétention prévus par le logiciel Pro EZGC avec 7 colonnes Restek

Colonne : 30 m x 0,25 mm x 0,25 μm (0,20 μm pour la colonne Rtx-CLPesticides2)
Vitesse linéaire constante : 48 cm/sec
Four : 150 °C (isotherme de 0,8 min) à 200 °C à 5 °C/min à 275 °C à 3 °C/min (isotherme de 2 min)

Peak # Name Listed Retention Time (min) CAS # Purity
Rtx-440
(cat. 12923)
Rxi-XLB
(cat. 13723)
Rxi-5ms (cat. 13423) Rtx-50 (cat. 10523) Rxi-35Sil MS (cat. 13823) Rtx-
CLPesticides
(cat. 11123)
Rtx-
CLPesticides2
(cat. 11323)
1 Dimethyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority 4.606 3.924 3.294 5.912 4.902 3.75 4.334 131-11-3 Neat
2 Dimethyl isophthalate 5.491 4.690 3.85 6.35 5.498 4.174 4.793 1459-93-4 Neat
3 Diethyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority, EU 6.537 5.642 4.762 7.809 6.785 5.24 6.106 84-66-2 Neat
4 Benzyl benzoate Internal Standard 9.931 8.667 N/A 11.099 N/A 6.725 8.583 120-51-4 Neat
5 Diisobutyl phthalate* EPA 8061A 11.185 10.029 8.817 11.817 11.008 9.101 10.333 84-69-5 Neat
6 Di-n-butyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority 13.152 11.850 10.405 14.031 13.094 10.481 12.029 84-74-2 Neat
7 Bis(2-methoxyethyl) phthalate* EPA 8061A 14.343 12.784 11.045 17.095 15.424 11.54 13.725 117-82-8 Neat
8 Bis(4-methyl-2-pentyl) phthalate isomer 1* EPA 8061A 15.192 13.754 12.47 15.184 14.454 12.166 13.825 84-63-9 Neat
9 Bis(4-methyl-2-pentyl) phthalate isomer-2* EPA 8061A 15.350 13.828 12.55 15.277 14.542 12.233 13.906 84-63-9 Neat
10 Bis(2-ethoxyethyl) phthalate* EPA 8061A 16.910 15.132 13.199 19.063 17.59 13.186 15.875 605-54-9 Neat
11 Di-n-pentyl phthalate* EPA 8061A 17.454 15.880 13.856 17.974 17.128 13.588 15.768 131-18-0 Neat
12 Butyl cyclohexyl phthalate 19.452 17.689 15.478 21.19 19.843 14.979 17.96 84-64-0 Technical
13 Butyl 2-ethylhexyl phthalate 19.823 18.172 16.174 20.062 19.238 15.566 17.958 85-69-8 Technical
14 Di-n-hexyl phthalate* EPA 8061A 22.138 20.279 17.984 22.152 21.469 17.215 19.829 84-75-3 Neat
15 Butyl octyl phthalate 22.338 20.557 18.136 22.37 21.668 17.344 20.009 84-78-6 Technical
16 Butyl benzyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority, EU 22.799 20.783 18.029 25.365 23.782 17.384 21.128 85-68-7 Neat
17 Hexyl 2-ethylhexyl phthalate EPA 8061A 24.404 22.668 20.266 24.110 23.500 19.126 22.049 75673-16-4 Technical
18 Butyl isodecyl phthalate 24.632 22.793 20.392 24.220 23.685 19.424 22.22 42343-36-2 Technical
19 Bis(2-ethylhexyl)hexahydro phthalate 25.066 23.389 21.254 23.089 23.063 19.142 21.961 84-71-9 Neat
20 Bis(2-n-butoxyethyl) phthalate* EPA 8061A 25.601 23.563 20.930 26.746 25.647 19.849 23.533 117-83-9 Neat
21 Dicyclohexyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority, EU 26.651 24.495 21.771 28.989 27.671 20.530 24.792 84-61-7 Neat
22 Bis(2-ethylhexyl) phthalate* EPA 8061A 26.692 24.845 22.585 25.903 25.458 21.135 24.048 117-81-7 Neat
23 Butyl-n-decyl phthalate 27.362 25.268 22.657 26.888 26.410 21.404 24.471 89-19-0 Technical
24 Diphenyl phthalate 27.987 25.712 22.372 32.277 30.170 21.614 26.473 84-62-8 Neat
25 Bis(4-methylcyclohexyl) phthalate isomer 1 28.003 25.922 23.016 29.547 28.476 21.677 25.923 59-43-8 Isomer mix
26 Bis(4-methylcyclohexyl) phthalate isomer 2 29.002 26.993 23.816 30.345 29.400 22.604 26.739 59-43-8 Isomer mix
27 Hexyl isodecyl phthalate 29.176 27.271 24.523 28.189 27.965 23.224 26.336 61702-81-6 Technical
28 Benzyl 2-ethylhexyl phthalate 29.791 27.781 24.747 31.498 30.216 23.219 27.594 27215-22-1 Technical
29 Bis(4-methylcyclohexyl) phthalate isomer-3 29.964 28.034 24.617 31.189 30.285 23.498 27.559 59-43-8 Isomer mix
30 Bis(2-ethylhexyl) isophthalate 30.132 28.037 25.684 28.133 28.243 23.907 26.648 137-89-3 Neat
31 Bis(2-(ethoxyethoxy)ethyl) phthalate 30.233 28.434 24.879 32.942 31.252 23.995 28.681 117-85-1 Technical
32 Di-n-octyl phthalate* EPA 8061A, EPA Priority, EU 31.562 29.626 26.796 30.475 30.328 24.915 28.455 117-84-0 Neat
33 n-Hexyl decyl phthalate 31.680 29.748 26.878 30.788 30.450 24.994 28.566 25724-58-7 Technical
34 Diphenyl isophthalate 32.362 29.850 N/A 34.707 32.396 25.114 29.437 744-45-6 Neat
35 Dibenzyl phthalate 33.234 30.725 27.141 37.396 35.372 25.501 31.359 523-31-9 Neat
36 Diisononyl phthalate EU 33.684 31.802 28.779 32.500 32.708 27.391 30.811 68515-48-0 Isomer mix
37 Di-n-octyl isophthalate 34.483 32.463 29.168 32.035 N/A 27.223 30.388 4654-18-6 Neat
38 Diisodecyl phthalate EU 35.775 33.792 30.876 35.041 N/A 29.11 32.169 26761-40-0 Isomer mix
39 Dinonyl phthalate* EPA 8061A 36.159 34.103 30.994 34.609 34.705 28.867 32.604 84-76-4 Neat
40 n-Octyl-n-decyl phthalate 36.182 34.170 30.961 34.664 34.7 28.861 32.628 119-07-3 Technical

Remarque : les zones grisées indiquent les coélutions (Rs<1,5).
*Ces composés se trouvent dans le mélange d’esters des phtalates 8061A de la méthode EPA Restek (réf. 33227).

Tableau III : Conditions analytiques GC-MS

Parameters Values for EPA EU List Values for Extended List
Inlet temperature (°C) 280 280
Injection volume (µL) 1.0 1.0
Liner Restek Premium 3.5 mm Precision liner w/ wool (cat.# 23320.1) Restek Premium 3.5 mm Precision liner w/ wool (cat.# 23320.1)
Oven temperature program 200 °C (hold 0.5 min) to 330 °C* at 30 °C/min
(hold 1 min)
150 °C (hold 0.8 min) to 200 °C at 5 °C/min to 275 °C at 3 °C/min
(hold 2 min)
Carrier gas: He control mode Constant linear velocity: 66.7 cm/sec @ 200 °C
(3 mL/min**)
Constant linear velocity: 48 cm/sec @ 150 °C
(1.6 mL/min)
Split ratio 20:1 20:1
Detector MS MS
Mode: Full Scan (59–400) Full Scan (59–400)
Transfer line temp.: 300 °C 300 °C
Scan event time 0.1 sec 0.1 sec
Analyzer type: Quadrupole Quadrupole
Source temp.: 280 °C 280 °C
Solvent delay time: 0.9 min 2.5 min
Tune type:   PFTBA PFTBA
Ionization mode: EI EI

**320 °C pour la colonne Rtx-50
**3 ml/min peut être trop élevé pour certains appareils. Consultez le manuel d’utilisation de l’appareil.

Même si la GC-MS est la technique la plus couramment utilisée, l’analyse des phtalates peut également être réalisée par GC-ECD. La méthode EPA 8061A décrit l’identification et la quantification des phtalates dans des matrices aqueuses et solides avec deux colonnes montées en parallèle et deux détecteurs à capture d’électrons [8]. Les colonnes Rtx-440 et Rxi-35Sil MS répondent parfaitement aux exigences de cette méthode. Le logiciel Pro EZGC a permis d’établir des conditions opératoires pour une analyse rapide avec la colonne Rtx-440. La colonne Rxi-35Sil MS s’est avérée être une excellente colonne de confirmation étant donné les différences dans l’ordre d’élution observées. Les conditions analytiques en GC-ECD peuvent facilement être adaptées à partir des méthodes GC-MS décrites dans le Tableau III en utilisant le translateur de méthode en ligne gratuit Pro EZGC Restek. Les conditions d’analyse en GC-ECD optimisées et des exemples de chromatogrammes sont disponibles dans cet article du ChromaBLOGraphy [9].

Conclusion

Les performances des 7 colonnes GC les plus couramment utilisées pour l’analyse des phtalates ont été comparées en utilisant le programmePro EZGC, qui a grandement facilité l’optimisation des conditions d’analyse. La sélectivité et l’efficacité des colonnes Rtx-440 et Rxi-XLB ont garanti des temps d’analyse courts pour l’ensemble des phtalates étudiés. Considérant la bonne résolution globale, les températures maximales autorisées par leur excellente stabilité thermique (340 °C pour la colonne Rtx-440 et 360 °C pour la colonne Rxi-XLB [Tableau IV]), et leur très faible "bleeding", les colonnes Rtx-440 et Rxi-XLB s’imposent pour l’analyse GC-MS des phtalates. Les colonnes Rtx-440 et Rxi-35Sil MS utilisées en parallèle sont recommandées dans le cas d’analyse par GC-ECD.

Table IV : Températures maximales

  Rtx-440
(réf. 12923)
Rxi-XLB
(réf. 13723)
Rxi-5ms
(réf. 13423)
Rtx-50
(réf. 10523)
Rxi-35Sil MS
(réf. 13823)
Rtx-CLPesticides
(réf. 11123)
Rtx-CLPesticides2
(réf. 11323)
Maximum Temperature (°C) 340 360 350 320 360 340 340

Remerciements

Les auteurs remercient la société Shimadzu Corporation pour son aide.

Références

  1. H. Choi, J. Kim, Y. Im, S. Lee, Y. Kim, The association between some endocrine disruptors and hypospadias in biological samples. J. Environ. Sci. Health, Part A: Toxic/Hazard. Subst. Environ. Eng. 47 (13) (2012) 2173–2179. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22871016
  2. N. Nassar, P. Abeywardana, A. Barker, C. Bower, Parental occupational exposure to potential endocrine disrupting chemicals and risk of hypospadias in infants. Occup. Environ. Med. 67 (9) (2010) 585–589. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/19939854
  3. L. Trasande, S. Sathyanarayana, A.J. Spanier, H. Trachtman, T.M. Attina, E.M. Urbina, Urinary phthalates are associated with higher blood pressure in childhood. J. Pediatr. 163 (3) (2013) 747–753e1. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4074773/
  4. E.F. Werner, J.M. Braun, K. Yolton, J.C. Khoury, B.P. Lanphear, The association between maternal urinary phthalate concentrations and blood pressure in pregnancy: The HOME Study. Environ. Health 14 (2015) 75. http://www.ehjournal.net/content/14/1/75
  5. J.J. Jaakkola, T.L. Knight, The role of exposure to phthalates from polyvinyl chloride products in the development of asthma and allergies: A systematic review and meta-analysis. Environ. Health Perspect. 116 (7) (2008) 845–853. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC2453150/
  6. E.E. Hatch, J.W. Nelson, R.W. Stahlhut, T.F. Webster, Association of endocrine disruptors and obesity: Perspectives from epidemiological studies. Int. J. Androl. 33 (2) (2010) 324–332. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20113374
  7. S. Net, A. Delmont, R. Sempere, A. Paluselli, B. Ouddane, Reliable quantification of phthalates in environmental matrices (air, water, sludge, sediment and soil): A review. Sci. Total Environ. 515-516 (2015) 162–180. http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25723871
  8. U.S. Environmental Protection Agency, Method 8061A, Phthalate Esters by Gas Chromatography with Electron Capture Detection (GC/ECD), Rev. 1, December 1996. https://www.epa.gov/sites/production/files/2015-12/documents/8061a.pdf
  9. D. Li, Phthalate determination by dual column set in eight minutes, ChromaBLOGraphy, Restek Corporation, 2015.

 

Figure 1: EPA- and EU-listed phthalates and internal standard (benzyl benzoate) are shown under full scan mode and selected ion scan mode (m/z 293 and m/z 307) on seven different GC stationary phases (see Table III for conditions).

Rtx-440

 
GC_EV1408

Rxi-XLB

 
GC_EV1409

Rtx-CLPesticides

 
GC_EV1414
 

Rxi-35Sil MS

 
GC_EV1413
 

Rtx-50

 
GC_EV1415
 

Rxi-5ms

 
GC_EV1412

Rtx-CLPesticides2

 
GC_EV1416

Figure 2: Target compounds on the extended phthalate list (50 µg/mL) are separated under full scan mode on an Rtx-440 column (see Table III for conditions).

 
GC_EV1407

 

GNAN2380B-FR